Équipe
Responsable d’équipe : Redder Peter
Présentation
Pour survivre les cellules doivent réguler leur production de protéines et l’un des principaux moyens d’y parvenir est de réguler la synthèse et la dégradation des ARNm. Nos travaux portent sur les mécanismes de dégradation/maturation des ARNm chez le pathogène opportuniste Staphylococcus aureus, principal responsable des infections nosocomiales.
La demi-vie des ARNm chez S. aureus est généralement très courte, en moyenne moins de quelques minutes. Le renouvellement rapide des ARNm est assuré par un ensemble de RNases très efficaces qui doivent néanmoins être maintenues sous contrôle pour éviter d’épuiser complètement le pool d’ARNm de la cellule.
S. aureus peut transiter par plusieurs modes de vies différents: Colonisateur pacifique du naso-pharynx humain, pathogène agressif ou « persister » tolérant aux antibiotiques. Chacun de ces modes requiert un profil d’expression spécifique des ARNm et le passage d’un profil à l’autre nécessite un contrôle précis de la dégradation des ARNm.
Notre équipe cherche à comprendre comment les RNases de S. aureus reconnaissent leurs cibles et comment la dégradation de l’ARN est contrôlée pour avoir lieu au bon moment et avec la bonne efficacité. Comment les enzymes de dégradation de l’ARN travaillent-elles ensemble et comment leurs activités sont-elles modulées lorsque S. aureus change de mode de vie?
Projet 1
La dégradation des ARNm chez S. aureus est en général principalement effectuée par la RNase Y et les deux paralogues RNase J1 et J2 (dont on pense qu’elles forment un complexe J1-J2).
L’un des points de contrôle potentiels de l’activité de la RNase J1 5′-exoribonucléase est la conversion des ARN 5′-triphosphorylé vers une forme 5′-monophosphorylé plus favorable par les RNA-pyrophosphohydrolases (RPPHs). Le génome de S. aureus code cinq RPPHs présumés dont nous déterminons les cibles et corrélons leurs effets sur la désintégration médiée par la RNase J.
En ce qui concerne le contrôle de la RNase Y, nous avons montré que les éléments clés sont les séquences et les structures secondaires des ARNm. La localisation intracellulaire de la RNase Y et de ses substrats, ainsi que les interactions avec les partenaires protéiques jouent un rôle tout aussi important, que nous étudions.
Projet 2
BASRae1 (collaboration avec le laboratoire Condon (Paris), le laboratoire Giege (Strasbourg) et Gene-Wei Li (MIT, USA)). L’endoribonucléase associée aux ribosomes (Rae1) est conservée chez les Firmicutes et les Cyanobactéries ainsi que chez les plantes (où elle se localise dans le chloroplaste). Rae1 dépend de l’activité traductionnelle des ribosomes et du cadre de lecture pour cliver les ARNm chez Bacillus subtilis. Les objectifs du projet BASRae1 sont de déterminer (i) les facteurs principaux déterminant les pauses traductionnelles et les spécificités de séquence autour du site de clivage nécessaires pour que Rae1 reconnaisse ses cibles, (ii) comment Rae1 interagit avec le ribosome, (iii) si des conditions physiologiques qui provoquent un stress traductionnel induisent l’activité de Rae1. Ce projet nous permettra de déchiffrer le mécanisme moléculaire précis du recrutement de Rae1 par le ribosome, pouvant conduire au sauvetage des ribosomes et à la dégradation des ARNm non fonctionnels.
Projet 3
Patho-TOX (collaboration avec Patricia Bordes (CBI), Mathieu Bergé (CBI) et Lionel Mourey (IPBS)). Les systèmes toxine-antitoxine (TA) sont des éléments majeurs dans le passage de l’état persistant à la croissance normale. Les TA de la famille des Rosmers se trouvent dans plusieurs pathogènes bactériens, et notre équipe étudie comment cette famille des TA est régulée chez S. aureus, et quel effet transcriptomique et physiologique les TA de Rosmer ont sur les bactéries.
– Alexandre Le Scornet, Ambre Jousselin, Kamila Baumas, Gergana Kostova, Sylvain Durand, Leonora Poljak, Roland Barriot, Eve Coutant, Romain Pigearias,Gabriel Tejero, Jonas Lootvoet, Celine Pellisier, Gladys Munoz, Ciaran Condon, Peter Redder. Critical factors for precise and efficient RNA cleavage by RNase Y in Staphylococcus aureus.
– Boufafa M, Kadri S, Redder P, Bensouilah M. . Occurrence and distribution of fecal indicators and pathogenic bacteria in seawater and Perna perna mussel in the Gulf of Annaba (Southern Mediterranean). Environ Sci Pollut Res Int. 2021 Sep;28(33):46035-46052. 2021 Sep doi: 10.1007/s11356-021-13978-4.
– Guimarães VA, Le Scornet A, Khemici V, Hausmann S, Armitano J, Prados J, Jousselin A, Manzano C, Linder P, Redder P. . RNase J1 and J2 Are Host-Encoded Factors for Plasmid Replication. Front Microbiol. 2021 May 4;12:586886. 2021 May doi: 10.3389/fmicb.2021.586886. PMID: 34017314; PMCID: PMC8129170.
– Sierra R, Prados J, Panasenko OO, Andrey DO, Fleuchot B, Redder P, Kelley WL, Viollier PH, Renzoni A. Insights into the global effect on Staphylococcus aureus growth arrest by induction of the endoribonuclease MazF toxin Nucleic Acids Res. 2020 Sep doi: 10.1093/nar/gkaa617. PMID: 32735661; PMCID: PMC7470975.
– Trachsel E, Redder P, Linder P, Armitano J.. Genetic screens reveal novel major and minor players in magnesium homeostasis of Staphylococcus aureus PLoS Genet 2019 Aug
– Le Scornet A, Redder P. Post-transcriptional control of virulence gene expression in Staphylococcus aureus Biochim Biophys Acta 2019 Jul
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