PLATEFORME
Présentation
Localisée sur le campus de l’Université de Toulouse Paul Sabatier, la plateforme Light Imaging Toulouse CBI dispose d’un vaste choix de technologies d’imagerie photonique. Elle permet de répondre à des problématiques variées allant de la biologie du développement à la génétique microbienne.
Certifiée norme ISO 9001 et NFX50-900, la plateforme LITC fait partie du GIS Genotoul et est rattachée à Toulouse Réseau Imagerie (TRI). L’accès aux équipements est ouvert aux équipes de recherche publiques internes et externes au CBI, ainsi qu’aux entreprises privées.
LITC a également une activité de recherche et de développement concernant un nouveau concept d’imagerie, par lumière cohérente basée sur des tavelures optiques aléatoires appelées RIM (Random Illumination Microscopy), qui dépasse les limitations des systèmes commerciaux existants pour imager à 100nm de résolution des phénomènes moléculaires sur tissus biologiques vivants.
Les priorités de développement répondent aux problématiques biologiques explorées par les équipes de recherche du CBI, avec une forte composante interdisciplinaire incluant :
– L’analyse de molécules uniques (en interaction avec la plateforme METi pour la microscopie électronique)
– Les nouvelles techniques de super-résolution en illumination structurée et aléatoire (SIM, 3D-SIM, RIM) et en microscopie de localisation de molécules uniques, ou « pointilliste » (PALM, STORM, PAINT, spt-PALM)
– Microscopie corrélative électronique/photonique (CLEM) – en interaction avec la plateforme METi pour la microscopie électronique
– Des techniques d’opto-manipulation (pinces optiques et module d’opto-génétique couplé à un spinning disc)
Prestations : Formation, conseil et expertise
– Accompagnement et collaboration aux projets de recherche
– Formation à l’utilisation des technologies disponibles
– Aide à l’optimisation des protocoles ou acquisitions
– Aide à l’analyse
– Participation à la formation continue (CNRS Formation Entreprise, Ecole doctorale, Université…)
Nikon vivant
Spécifiquement dédié à la vidéo-microscopie, ce microscope est équipé d’une caméra Hamamatsu OrcaFlashV2, d’une source d’excitation Lumencor® 7 couleurs, de miroirs dichroïques multi bandes, et d’une roue à filtres externe permettant des acquisitions multi-couleurs rapides des fluorophores tels que DAPI, CFP, YFP, GFP, mCherry, Cy3 et Cy5. La présence d’une chambre thermorégulée et le système PFS de maintien de focus permet d’imager des échantillons vivants au cours du temps.
Les objectifs disponibles sont un 20x/0.8 imm, un 40x/1.3 oil, un 100x/1.4 oil, un 100x/1.3 oil Ph3 et un 20x/0.5 sec longue distance de travail.
Leica Spinning disc avec module d’optogénétique
Le spinning-disk génère des images multidimensionnelles à haute résolution temporelle, avec un sectionnement optique, un rapport signal/bruit élevé et une phototoxicité minimale. Spécialement dédié à l’imagerie du vivant, ce microscope inversé Leica est équipé de 4 diodes laser d’excitation à 405 nm, 488 nm, 561 nm et 637 nm (100 – 150 mW) et de filtres d’émission classiques pour imager les fluorophores les plus couramment utilisés (DAPI, eGFP, mcherry, mKate, Alexa647). Le disque est un Yokogawa CSU-X1, la caméra est une caméra CMOS (Hamamatsu OrcaFlash4 V2+). Il est également équipé d’une chambre d’incubation permettant une imagerie longue durée et d’un piézo de 250 microns pour un contrôle rapide du z. Le logiciel d’acquisition est MetaMorph 7.10.
Ce microscope permet également de faire des manipulations d’optogénétique. Il est équipé d’un système IR Lego. Le laser 1470 nm (1 W) permet de chauffer localement l’échantillon pour un contrôle spatial et temporel d’une expression protéique (sous promoteur Hsp70). Il est également équipé d’une diode laser 457 nm sous le contrôle de miroirs galvanométriques, permettant l’activation localisée de protéines photosensibles.
Leica équipé pinces optiques
Un système d’imagerie mutlimodale qui combien imagerie de fluorescence rapide 3D en remote focusing, et un système de pince optique versatile compatible à la mesure quantitative de force par interférométrie sur tissus vivant.
Le système est une combinaison d’un microscope à fluorescence et d’un système de piégeage optique actif. Ce système de piégeage comporte deux composants, l’un pour contrôler précisément la position du piège optique sur l’échantillon et un système interférométrique à plan focal arrière (BFPi) pour suivre la position de l’objet piégé par rapport au centre du laser. Pour l’étalonnage et les mesures décrites ci-dessous, un miroir piézoélectrique conjugué au plan pupillaire du microscope (Thorlabs FSM75-P01) est utilisé pour obtenir une déviation nanométrique du laser. Une platine piézoélectrique à 3 axes (Piezo concept BIO3) est également utilisée pour se focaliser précisément sur l’objet piégé. Le système de piégeage optique est mis en œuvre dans un microscope à fluorescence inversé conventionnel (Leica DMI6000 B). L’objectif utilisé est un objectif de grossissement 100x avec une ouverture numérique de 1,4 (Leica HCX PL APO). Pour optimiser le facteur de remplissage du laser infrarouge à 85 % du plan pupillaire de l’objectif, un télescope afocal X4 composé de deux lentilles relais est utilisé (Thorlabs ACA254-050-1064 et ACA254-200-1064).
Le microscope est optimisé pour l’imagerie simultanée de la GFP et de la RFP en combinaison avec le piège laser infrarouge grâce à un dichroïque à 3 bandes (Semrock Di03-R405/488/561/635-t1-25×36). L’imagerie et les pinces optiques sont réalisées en combinant une carte d’acquisition National Intruments avec le boîtier de synchronisation Inscoper. Le logiciel Inscoper gère toutes les étapes de la synchronisation.
Nikon équipe de pince optique commercial Impetux
Un système d’imagerie multimodale qui combine la fluorescence 2D et les mesures de force directes avec des pinces optiques basées sur des mesures de momentum avec une optique spéciale pour l’interférométrie back-focus. Le piégeage multiple (jusqu’à 256) est possible. Les mesures de force, la microrhéologie et les mesures de force constante sont possibles avec ce système pour les expériences sur les cellules vivantes et in vitro. Le système d’impetux SA est une combinaison d’un microscope à fluorescence et d’un système de piégeage optique actif.
Ce système de piégeage se compose de deux éléments, l’un pour le contrôle précis de la position du piège optique 25KHZ sur l’échantillon grâce à l’AOD (Acousto Optical Device) et un instrument de mesure directe de la force basé sur l’interférométrie à plan focal arrière (BFPi) (détecteur Imputex Sensocell à immersion dans l’huile NA=1.2) par rapport au centre du laser 25KHZ.
Le système de piégeage optique est implémenté dans un microscope à fluorescence inversé conventionnel à large champ (Nikon TiE2) avec une mise au point parfaite. L’objectif utilisé est un objectif à eau de grossissement X60 avec une ouverture numérique de 1,2 (Nikon Plan APO VC X60/.1.2 WI OFN2 DIC N2). Le logiciel Imputex gère toutes les étapes de synchronisation avec Micromanager.
2 microscopes Leica SP8
Spécifiquement dédié à l’acquisition d’échantillons 3D, les 2 systèmes Leica SP8 (un statif droit et un inversé) sont équipés de 2 photomultiplicateurs et d’un détecteur hybride de haute sensibilité.
Ils sont équipés de diode d’excitation à 405nm, 488nm, 552nm et 638nm permettant d’imager les fluorophores les plus couramment utilisés.
Les objectifs disponibles sont un 20x/0.75 imm, un 40x/1.3 oil et un 63x/1.4 oil. Le statif droit est également équipé d’un objectif physiologique longue distance de travail 25x/0.95 immersion à eau.
2 microscopes Zeiss + Airyscan
Spécifiquement dédié à l’acquisition d’échantillons 3D, les 2 systèmes Zeiss inversé (un 710 et un 880) sont équipés de 2 photomultiplicateurs, 2 détecteurs GasP de haute sensibilité et un module Airyscan sur le Zeiss 880 permettant d’augmenter la résolution. Equipés de chambres thermorégulées, ils permettent également d’imager les échantillons vivants au cours du temps.
Ils sont équipés d’une diode laser à 405nm et de lasers à 488, 561nm et 633nm. Le Zeiss 710 présente également des excitations à 458nm et 514nm.
Les objectifs disponibles sont un 20x/0.8 sec, un 25x/0.8 imm longue distance, un 40x/1.3 oil et un 63x/1.4 oil.
Microscope Nikon I-SPT pour imagerie de molécules uniques en 3D (PALM, STORM, PAINT, sptPALM)
Ce microscope est dédié à l’imagerie de localisation de molécules uniques (SMLM) est permet des acquisitions de type PALM, STORM, PAINT ou spt-PALM (single particle tracking sur cellules vivantes).
Ce microscope Nikon TiE est équipé d’une caméra EM-CCD (Ixon ULTRA DU897 Andor – 512*512 pixels – taille des pixels : 16µm avant grossissement), d’un objectif TIRF 100X oil NA 1.49 DIC, d’une platine motorisée, d’un insert piézométrique Mad City Lab Nano Z100 TI, d’un cube dchroïque STORM quadriband, d’une roue externe à filtres d’émission (Sutter – Lambda 10-B) avec les filtres suivants : 536/40 ; 624/40 ; QUAD ; 525/50 ; 600/50 ; 705/72.
L’illumination est assurée par un banc laser Nikon LU4 permettant d’injecter séparément ou simultanément les 4 lasers suivants :
561nm à 200mW (Sapphire – Coherent)
488nm à 200mW (Sapphire – Coherent)
405nm à 100mW (Coherent)
647nm à 300mW
La caméra et les lasers sont synchronisé via l’ENS HW BOX.
Le système est stabilisé en température, il est disposé sur une table optique active et la dérive instrumentale est corrigée via un système de maintien du focus en Z (PFS). La dérive dans les axes X et Y nécessite une correction post acquisition.
Un miroir déformable (MicAO, Imagine Optics) permet de moduler la PSF du système selon le polynôme de Zernike est d’introduire des aberrations anisotropes pour la localisation 3D de molécules uniques (astigmatisme, tétrapode).
Des anneaux de phase déportés et une caméra additionnelle permettent de réaliser de l’imagerie à contraste de phase avec le même objectif que celui utilisé pour la détection de molécules uniques permettant notamment de colocaliser l’imagerie de phase et l’imagerie SMLM superrésolue. Ceci est particulièrement utile pour l’étude des bactéries.
2 microscope Nikon pour imagerie RIM
La microscopie à illumination aléatoire est une technologie de super résolution, à haute vitesse et à faible photo-dommages.
Sur les deux systèmes, un modulateur spatial de lumière (SLM) nous permet de concevoir différentes séquences d’illumination. Par conséquent, ces systèmes peuvent être utilisés pour l’imagerie RIM mais aussi SIM, ISM, TIRF, etc.
RIM1 : dédié à la microbiologie, aux cellules fixées et aux cellules vivantes en culture est équipé de 2 caméras (Orca-Fusion) pour des acquisitions deux couleur simultanées. Un banc laser Oxxius 6 couleurs est disponible (405nm, 458nm, 488nm, 515nm, 561nm, 638nm de chez oxxuis), un système de maintien du focus PSF (perfect focus system 12) ainsi qu’une chambre de contrôle de la température et du CO2 qui permet d’imager des échantillons vivants dans le temps.
Un objet à huile 100x/1.49 APO SR TIRF est dédié à ce système.
RIM2 : dédié aux modèles 3D et aux échantillons épais, il est équipé de 2 caméras Orca-Quest et Kinetix rétro-éclairées qui offrent un très grand champ de vision, un rapport signal/ratio élevé, une efficacité quantique de 96% et une vitesse extrême. La platine ASI, conçue pour la microscopie à super résolution, permet une mise au point hautement répétable et offre une course piézoélectrique de 500µm. Le système a aussi un système 3D d’imagerie par « remote focusing ».
Un banc laser Oxxius 6 couleurs est disponible (405nm, 488nm, 561nm, 638nm de chez Oxxuis) et le PSF 4 NIKON (perfect focus system) ainsi qu’une chambre de contrôle de la température et du CO2 qui permet d’imager des échantillons vivants dans le temps (TokaiHit).
Le statif est un microscope inversé de type Nikon TiE2 dernière génération (2024)
Les objectifs disponibles sont :
X 10/0.5 Glycerol objective long distance (Nikon Plan APO X10/0.5 Glyc OFN22 WD 5.5mm)
X40x/1.15 water immersion long working distance (Nikon APO LWD 40X/1.15 WI λS DIC N2)
x60/1.3 Silicone immersion (PLAN APO X60/1.30 SIL λS OFN25 DIC N2).
X60/1.4 oil immersion (PLAN APO X60/1.40 OIL OFN2 DIC N2)
1 microscope Nikon pour imagerie TIRF – deux couleurs simultanées
Ce microscope est dédié à l’imagerie TIRF, notamment de signaux faibles (molécules uniques, ADN in vitro placés dans un flux) avec possibilité d’imager deux couleurs simultanément (OptoSplit II LS Image Splitter) sur une caméra ultra-sensible ANDOR EMCCD iXon Ultra 888 (1024*1024 pixels – Taille du pixel avant grossissement : 13µm).
Ce système Nikon TiE est équipé d’un dispositif de maintien du focus (PSF), d’un bras TIRF azimutal Nikon, d’un banc laser LU-N3 405/488/561, d’un objectif CFI APO 100X TIRF ON 1.49, d’une platine motorisée, des miroirs dichroïques et des filtres nécessaires pour imager séquentiellement ou simultanément des fluorophores de type GFP et RFP.
Zeiss Cell Discoverer 7
Spécialement dédié au criblage et à l’imagerie à haut contenu d’information, ce microscope est un microscope champ large, automatisé compatible avec la plupart des supports (lames, boîtes de Petri, plaques multipuits) : contactez-nous pour plus d’informations.
Il est équipé d’une caméra Zeiss Axiocam 512, de 4 diodes led (405 nm, 488 nm, 561 nm et 640 nm) et d’une roue à filtres pour l’imagerie de fluorophores tels que DAPI, GFP/Alexa 488, , mCherry/Alexa 555 et Alexa 647.
Les objectifs disponibles sont : un 5x/0,35 (sec), un 20x/0,7 (sec, longue distance de travail) et un 50x/1,2 (eau). Des lentilles intermédiaires (0,5x, 1x, ou 2x) sont utilisées pour adapter l’échantillonnage à la taille des détecteurs. Il est également équipé d’un contrôle environnemental, température/CO2/humidité pour les échantillons vivants.
Le système dispose d’outils d’analyse permettant des acquisitions conditionnelles (« microscopie intelligente »).
Un poste d’analyse, hors ligne, dédié, équipé des logiciels Arivis et Zen Desk est disponible pour le traitement des données.
Projet 1
Malgré leur prix élevé, les microscopes de fluorescence super-résolus, à balayage ou à éclairement structuré (SIM), utilisés dans les plateformes d’imagerie en biologie, présentent souvent des performances dégradées à cause des aberrations causées par l’échantillon.
Nous avons récemment développé une technique simple d’utilisation permettant d’obtenir une résolution identique à celle de SIM tout en étant peu sensible aux aberrations. Le Random Illumination Microscope (RIM) repose sur l’utilisation d’un éclairement aléatoire dynamique et d’un traitement statistique des données. RIM a montré sa capacité à imager à haute résolution des échantillons inaccessibles aux techniques super-résolues actuelles [Mangeat2021].
L’objectif de ce projet est de réaliser un module d’éclairement aléatoire dynamique entièrement fibré qui pourra s’adapter à tous les microscopes. En accompagnant ce module d’un algorithme de traitement des données adapté, la microscopie super-résolue deviendra accessible à tous les laboratoires de biologie à moindre coût (moins de 20 000 euros).
Ce projet est un partenariat entre le Laboratoire de biologie Intégrative, l’Institut Fresnel et la PME française Oxxius spécialisée dans la réalisation de sources laser en biologie santé.
Projet 2
Le grand défi de la biologie cellulaire et du développement est de proposer un modèle multi-échelle reliant l’action des macromolécules à la fonction cellulaire puis au remodelage du tissu biologique. Une application majeure est de comprendre comment le stress induit par des forces mécaniques ou des dommages à l’ADN entraine le cancer. Son étude requiert des observations à différentes échelles (de sub-100 nm au mm) qui sont actuellement fournies par des instruments différents ce qui rend difficile une compréhension globale et intégrée du processus. Un microscope capable d’imager la danse des protéines dans de larges volumes de tissus cellulaires serait un atout majeur pour l’essor des modèles intégrés en biologie.
Récemment, nous avons développé un microscope à éclairement aléatoire (RIM), qui allie la résolution des meilleurs SIM à la facilité d’utilisation et l’applicabilité du microscope de fluorescence standard. RIM consiste à éclairer l’échantillon avec une série de ‘speckles’ aléatoires et à reconstruire une image super-résolue à partir des statistiques de second ordre des données. Il est basé sur une analyse mathématique prouvant que la résolution d’un tel système peut être équivalente à celle de SIM. La statistique des speckles étant insensible aux aberrations, RIM devrait fonctionner dans des conditions inaccessibles à SIM. Ces deux dernières années, RIM a été implémenté dans une version simplifiée dans laquelle l’échantillon à reconstruire est considéré comme une fine tranche restreinte au plan focal (2D-RIM). Ses performances le positionnent déjà comme une des meilleures techniques de microscopie optique super-résolue pour l’étude du vivant (une résolution de 120 nm transverse et 300 nm axiale pour une cadence de 1-5 Hz). Cependant, il est clair que 2D-RIM n’exploite pas toutes les possibilités de RIM. En particulier, la prise en compte de la structuration tri-dimensionnelle du speckle et de la réponse impulsionnelle du microscope dans l’analyse des données devrait permettre d’améliorer de manière significative la résolution axiale et temporelle.
Dans ce projet, nous proposons d’étendre le principe de RIM dans les trois dimensions avec une analyse mathématique et un traitement des données appropriés, couplés à une instrumentation améliorée. Notre objectif est de fournir des images sur un grand champ de vue avec une résolution transverse de 100 nm et axiale de 200 nm et d’atteindre une cadence d’image de 10 à 30 Hz. 3D-RIM sera utilisé pour répondre à deux questions biologiques majeures pour lesquelles aucun microscope super-résolu actuel n’est opérationnel : l’interaction des cellules avec le tissu environnant pendant l’apoptose, qui nécessite de coupler une haute résolution spatiale à de grands champs de vue, et l’extrusion dynamique de la boucle de chromatine pendant la réparation de l’ADN, qui nécessite une haute résolution spatiotemporelle.
Projet 3
L’organisation spatiale de l’ADN dans le noyau joue un rôle clé dans les mécanismes de régulation de l’expression génétique. Dans les cellules métazoaires, la fibre d’ADN est organisée autour de molécules d’histones pour former la fibre de chromatine de 30 nm. Cette fibre se replie sur elle-même et présente des niveaux d’organisation supérieurs connus pour être impliqués dans la régulation de l’expression des gènes. Cette organisation est aujourd’hui principalement étudiée par des méthodes de cartes de contact de la chromatine. Il s’agit d’une approche statistique qui ne permet pas d’expliquer les mécanismes à l’échelle de la cellule unique. Nous visons à établir, via des techniques d’imagerie, la structure de la chromatine dans le noyau ainsi que l’organisation, par rapport à la chromatine, des différentes protéines du noyau impliquées dans la régulation des gènes.
La fibre de chromatine et les différentes protéines qui interagissent avec elle forment des structures très denses particulièrement difficiles à imager. Dans la littérature, l’imagerie de la chromatine par des techniques de microscopie à illumination structurée montre l’existence de domaines. Ces domaines ont la taille de la limite de résolution (environ 100 nm). Ces techniques ne permettent pas de déterminer la structure sous-jacente à ces domaines. Cependant, nous sommes en mesure de réaliser ce type d’imagerie en direct de la chromatine grâce au système RIM (Random Illumination Microscopy) développé sur la plateforme avec une excellente résolution spatio-temporelle.
Pour aller plus loin, nous étudions la structure de la chromatine par des approches SMLM (Single Molecule Localization Microscopy), qui permettent théoriquement d’accéder à une plus haute résolution. Nous appliquons ces techniques en utilisant la levure S. cerevisiae comme modèle. En effet, son génome est plus petit et moins condensé que dans d’autres organismes plus complexes. Cependant, la densité des structures étudiées reste très élevée et constitue un défi pour la microscopie SMLM, qui nécessite à la fois l’utilisation d’un système d’imagerie très stable et une parfaite maîtrise des approches de traitement du signal inhérentes à cette technologie. Nous avons donc besoin d’un système SMLM performant, permettant des taux d’acquisition élevés tout en intégrant des approches de traitement du signal (flous variables, déconvolution dans la base de Zernike). Nous développons également une approche originale qui combine l’imagerie de l’ADN (DNA-PAINT) et la microscopie PALM des molécules partenaires de la chromatine. Pour cela, nous avons besoin d’un système d’imagerie qui nous permette de réaliser des acquisitions SMLM bicolores simultanées. Les ingénieurs de la plateforme ont déjà acquis une grande expertise dans les différents aspects de ce projet.
– Guillaume Giroussens, Simon Labouesse, Marc Allain, Thomas Mangeat, Lorry Mazzella, Loıc le Goff, Anne Sentenac, Jerome Idier. Fast super-resolved reconstructions in fluorescence random illumination microscopy (RIM. IEEE TCI 2024 Dec
– Lorry Mazzella, Thomas Mangeat, Guillaume Giroussens, Benoit Rogez, Hao Li, Justine Creff, Mehdi Saadaoui, Carla Martins, Ronan Bouzignac, Simon Labouesse, Jérome Idier, Frédéric Galland, Marc Allain, Anne Sentenac & Loïc LeGoff. Extended-depth of field random illumination microscopy, EDF-RIM, provides super-resolved projective imaging Light Science & Applications 2024 Oct
– Marco Paoli, Antoine Wystrach, Brice Ronsin, Martin Giurfa. Analysis of fast calcium dynamics of honey bee olfactory coding Elife 2024 Sep
– Simon Labouesse, Jérôme Idier, Marc Allain, Guillaume Giroussens, Thomas Mangeat, Anne Sentenac. Superresolution capacity of variance-based stochastic fluorescence microscopy: From random illumination microscopy to superresolved optical fluctuation imaging Physical Review A 2024 Mar
– Silvia Kocanova, Flavien Raynal, Isabelle Goiffon, Betul Akgol Oksuz, Davide Baú, Alain Kamgoué, Sylvain Cantaloube, Ye Zhan, Bryan Lajoie, Marc A Marti-Renom, Job Dekker, Kerstin Bystricky. Enhancer-driven 3D chromatin domain folding modulates transcription in human mammary tumor cells Life Sci Alliance 2023 Nov
– Marie Zilliox, Vanessa Tillement, Thomas Mangeat, Sophie Polès, Patrick Blader and Julie Batut. Protocol to locally express cxcl12a during zebrafish olfactory organ development by combining. IR-LEGO with live imaging. Star Protocols 2023 Aug
– Kévin Affannoukoué, Simon Labouesse, Guillaume Maire, Laurent Gallais, Julien Savatier, Marc Allain, Md Rasedujjaman, Loic Legoff, Jérôme Idier, Renaud Poincloux, Florence Pelletier, Christophe Leterrier, Thomas Mangeat, and Anne Sentenac. Super-resolved total internal reflection fluorescence microscopy using random illuminations. OPTICA 2023 Jul
– Jasnin M, Hervy J, Balor S, Bouissou A, Proag A, Voituriez R, Schneider J, Mangeat T, Maridonneau-Parini I, Baumeister W, Dmitrieff S, Poincloux R. Elasticity of podosome actin networks produces nanonewton protrusive forces Nature Communication 2022 Jul
– Marion Portes, Thomas Mangeat, Natacha Escallier, Ophélie Dufrancais, Brigitte Raynaud-Messina, Christophe Thibault, Isabelle Maridonneau-Parini, Christel Vérollet and Renaud Poincloux. Nanoscale architecture and coordination of actin cores within the sealing zone of human osteoclasts eLife 2022 Jun
– Emilie L Cerezo, Thibault Houles, Oriane Lié, Marie-Kerguelen Sarthou, Charlotte Audoynaud, Geneviève Lavoie, Maral Halladjian, Sylvain Cantaloube, Carine Froment, Odile Burlet-Schiltz, Yves Henry, Philippe P Roux, Anthony K Henras, Yves Romeo. RIOK2 phosphorylation by RSK promotes synthesis of the human small ribosomal subunit PLoS Genet 2021 Jun
– Nicolas Giang, Marion Mars, Marc Moreau, Jose E Mejia, Grégory Bouchaud, Antoine Magnan, Marine Michelet, Brice Ronsin, Geoffrey G Murphy, Joerg Striessnig, Jean-Charles Guéry, Lucette Pelletier, Magali Savignac. Separation of the CaV 1.2-CaV 1.3 calcium channel duo prevents type 2 allergic airway inflammation Allergy 2022 Feb
– Thomas Mangeat, Simon Labouesse, Marc Allain, Awoke Negash, Emmanuel Martin, Aude Guénolé, Renaud Poincloux, Claire Estibal, Anaïs Bouissou, Sylvain Cantaloube, Elodie Vega, Tong Li, Christian Rouvière, Sophie Allart, Debora Keller, Valentin Debarnot , Xia Bo Wang , Grégoire Michaux, Mathieu Pinot, Roland Le Borgne, Sylvie Tournier, Magali Suzanne, Jérome Idier, Anne Sentenac. Super-resolved live-cell imaging using random illumination microscopy Cell Rep Methods 2021 April
– Noémie Kempf, Fatima Moutahir, Isabelle Goiffon, Sylvain Cantaloube, Kerstin Bystricky, Anne-Claire Lavigne. Analysis of Cellular EMT States Using Molecular Biology and High Resolution FISH Labeling Methods Mol Biol 2021
Affiliation
