Équipe
GSI
Responsable d’équipe : Fichant Gwennaele
Présentation
Les systèmes biologiques résultent d’une histoire évolutive complexe, car des partenaires et/ou des relations peuvent avoir été gagnés, perdus ou remplacés au cours de l’évolution. Notre principal axe de recherche est de déchiffrer les voies évolutives qui ont conduit à l’émergence de processus biologiques, en tirant parti du nombre croissant de données génomiques provenant d’environnements très divers et complexes qui enrichissent notre vision de la diversité microbienne et nous permettent d’étudier les relations complexes entre les organismes et leur environnement naturel.
Nous menons des études à différentes échelles : i) au niveau de l’espèce en comparant les génomes de différentes souches; ii) à différents niveaux taxonomiques et iii) au niveau des trois domaine du vivant. Nous développons également des méthodes statistiques et bioinformatiques adaptées à l’analyse des données NGS des extrémités 5′ de l’ARN. Nous avons principalement étudié le métabolisme de l’ARN chez les archées et les bactéries. Nous débutons l’étude des protéines Ira dans la régulation de RpoS et la réponse générale au stress (GSR) induite dans les isolats naturels d’E. coli en analysant la diversité des Ira en termes de composition, distribution et régulation, afin de déterminer leurs liens avec le phénotype et/ou le background génétique des souches.
Projet 1
La bactérie E. coli est retrouvée dans divers habitats naturels auxquels elle doit s’adapter. La réponse générale au stress est une réponse adaptative majeure médiée par le facteur sigma alternatif RpoS. RpoS contrôle l’expression de ~500 gènes impliqués dans des processus responsables de problèmes majeurs de santé publique tels que la virulence, la formation de biofilm, la résistance aux antibiotiques et la persistance. Cependant, les connaissances actuelles sur RpoS reposent principalement sur des études menées sur des souches de laboratoire atténuées d’E. coli, sous-estimant ainsi le rôle de ce régulateur dans l’adaptation bactérienne. L’objectif du projet IrAdapt est d’explorer la diversité naturelle d’E. coli pour mieux comprendre comment RpoS est régulé et les conséquences sur la physiologie cellulaire.
La quantité de RpoS étant contrôlée au niveau post-traductionnel par des protéines anti-adaptatrices qui le protègent de la protéolyse, nous étudierons de manière exhaustive la famille Ira de protéines anti-adaptatrices stabilisant RpoS et évaluerons les conséquences de ces stabilisations sur l’aptitude et l’adaptation bactériennes. Nous sommes en charge d’un workpackage dont l’objectif est de réaliser des analyses phylogénomiques globales des gènes Ira au sein de l’espèce E. coli, de mettre en évidence leur diversité de composition, de distribution et de régulation, de définir leurs liens avec le phénotype et/ou le background génétique des souches et d ‘inférer leur trajectoire évolutive. Nous avons réalisé une première étude phylogénétique en utilisant une collection d’intérêt épidémiologique détenue par Erick Denamur, composée de 1244 souches représentatives de la diversité d’E. coli en Australie. Cette analyse préliminaire a révélé que le phylogroupe B2 a un contenu ira particulier.
Projet 2
pour comprendre comment les bactéries, ici les Firmicutes, maintiennent le niveau correct de dégradation de l’ARN. Chez les bactéries, le niveau d’un ARNm donné et le potentiel d’expression des protéines sont déterminés par deux facteurs principaux : la transcription et la dégradation de l’ARN. Si la machinerie de transcription est conservée d’un phylum bactérien à l’autre, ce n’est pas le cas de la machinerie de dégradation. Staphylococcus aureus, Bacillus subtilis et de nombreux autres Firmicutes ne possèdent pas d’homologue de la RNase E, mais codent pour l’endo-ribonucléase RNase Y et les protéines RNases J1 et J2 ayant la double activité endonucléase et 5’-3’exoribonucléase.
Il a été démontré in vitro que la RNase J1 préfère les ARN 5′ monophosphorylés (5’P) aux ARN identiques triphosphorylés (5’PPP). Par conséquent, les ARN pyrophosphohydrolases (RPP) bactériennes récemment découvertes, appartenant à la grande famille des Nudix, devraient jouer un rôle majeur dans la régulation de la dégradation de l’ARN. P. Redder a développé de nouveaux protocoles RNA-Seq pour quantifier les extrémités 5′ ou 3′ de chaque transcrit d’ARN ainsi que l’état de phosphorylation de leur extrémité 5’, ce qui permet d’aborder de nouvelles questions telles que : i) lesquelles des 5 Nudix de S. aureus, dont les fonctions sont inconnues, ont une activité RPP, ii) l’identification in vivo des sites de clivage endo-ribonucléolytique de la RNase J ou de la RNase Y en analysant les extrémités 5′ et/ou 3′ de l’ARNm, iii) l’identification des sites de démarrage de la transcription, etc. Cela nécessite le développement de workfows originaux et d’analyses statistiques pour intégrer la spécificité de ces deux types de données par rapport à aux données obtenues par les approches classiques de RNA-Seq.
– Xu X, Barriot R, Voisin B, Arrowsmith TJ, Usher B, Gutierrez C, Han X, Pagès C, Redder P, Blower TR, Neyrolles O, Genevaux P. Nucleotidyltransferase toxin MenT extends aminoacyl acceptor ends of serine tRNAs to control Mycobacterium tuberculosis growth Nat Commun, 2024 Nov 15(1):9596. doi: 10.1038/s41467-024-53931-w. PMID: 39505885
– Le Scornet A, Jousselin A, Baumas K, Kostova G, Durand S, Poljak L, Barriot R, Coutant E, Pigearias R, Tejero G, Lootvoet J, Péllisier C, Munoz G, Condon C, Redder P. Critical factors for precise and efficient RNA cleavage by RNase Y in Staphylococcus aureus PLoS Genetics, 2024 Aug 1;20(8):e1011349. doi: 10.1371/journal.pgen.1011349. PMID: 39088561
– Batista M*, Langendijk-Genevaux P*, Kwapisz M, Canal I, Phung DK, Plassart L, Capeyrou R, Moalic Y, Jebbar M, Flament D, Fichant G, Bouvier M, Clouet-d’Orval B. Evolutionary and functional insights into the Ski2-like helicase family in Archaea: a comparison of Thermococcales ASH-Ski2 and Hel308 activities NAR Genom Bioinform, 2024 Mar 6(1):lqae026. doi: 10.1093/nargab/lqae026. PMID: 38500564
– Yiying Yang, Haoxiang Chen, Robin A. Corey, Violette Morales, Yves Quentin, Carine Froment, Anne Caumont-Sarcos, Cécile Albenne, Odile Burlet-Schiltz, David Ranava, Phillip J. Stansfeld, Julien Marcoux, Raffaele Ieva. LptM promotes oxidative maturation of the lipopolysaccharide translocon by substrate binding mimicry . Nature Communications, 2023 Oct
– Soussan D, Salze M, Ledormand P, Sauvageot N, Boukerb A, Lesouhaitier O, Fichant G, Rincé A, Quentin Y#, Muller C#. The NagY regulator: A member of the BglG/SacY antiterminator family conserved in Enterococcus faecalis and involved in virulence. Front Microbiol. 2023 13:1070116. doi: 10.3389/fmicb.2022.1070116
– Xu X, Usher B, Gutierrez C, Barriot R, Arrowsmith TJ, Han X, Redder P, Neyrolles O, Blower TR, Genevaux P. MenT nucleotidyltransferase toxins extend tRNA acceptor stems and can be inhibited by asymmetrical antitoxin binding Nat Commun, 2023 Aug 14(1):4644. doi: 10.1038/s41467-023-40264-3. PMID: 37591829
– Tejada-Arranz A, Matos RG, Quentin Y, Bouilloux-Lafont M, Galtier E, Briolat V, Kornobis E, Douché T, Matondo M, Arraiano CM, Raynal B, De Reuse H. RNase R is associated in a functional complex with the RhpA DEAD-box RNA helicase in Helicobacter pylori. Nucleic Acids Res. 2021 49(9):5249-5264. doi: 10.1093/nar/gkab283
– Hajj M*, Langendijk-Genevaux P*, Batista M, Quentin Y, Laurent S, Capeyrou R, Abdel-Razzak Z, Flament D, Chamieh H, Fichant G#, Clouet-d’Orval B#, Bouvier M. Phylogenetic Diversity of Lhr Proteins and Biochemical Activities of the Thermococcales aLhr2 DNA/RNA Helicase. Biomolecules 2021 11(7):950. doi: 10.3390/biom11070950
